Biomass assessment in annelidsA photogrammetric method suitable for hatchlings and adults developed for Eisenia andrei

  1. Ortega Hidalgo, Maria Mercedes
  2. Iparraguirre Bolaños, Esther
  3. Brea San-Nicolás, Carlos
Revista:
Spanish Journal of Soil Science: SJSS

ISSN: 2253-6574

Año de publicación: 2017

Volumen: 7

Número: 1

Páginas: 1-16

Tipo: Artículo

DOI: 10.3232/SJSS.2017.V7.N1.01 DIALNET GOOGLE SCHOLAR lock_openDialnet editor

Otras publicaciones en: Spanish Journal of Soil Science: SJSS

Resumen

En este trabajo se ha desarrollado, utilizando la especie Eisenia andrei, un método no invasivo de estimación de medidas de biomasa en organismos tubulares basado en técnicas fotográficas. Las fotografías de los animales se pueden obtener con cámaras digitales de bajo coste y el número de fotografías que deben ser tomadas por individuo puede reducirse a dos (Coeficiente de Variación 3.5%) incluso en individuos recién nacidos (~10 mg). Para el análisis de imagen se utilizó el programa CobCal 2.0©. La relación entre la superficie fotografiada (PS) y el peso vivo (LW) fue independiente de la posición del animal y se obtuvo una ecuación con una varianza explicada del 98%. Se desarrollaron dos métodos de toma de fotografías (laboratorio y campo) y, al no encontrarse diferencias en individuos de talla superior a 8 mg, se estableció una función común que relacionaba el área de la foto con el peso vivo (PS = 3.27*LW0.681). Por debajo de 8 mg, el exponente del peso se mantuvo pero el valor del coeficiente aumentó a 4,21, indicando un incremento en la superficie expuesta a la cámara en individuos recién nacidos: el área visible en relación a la superficie total (considerando un cuerpo cilíndrico) aumentó de 34% a 43,52%. Como conclusión, se demostró que este método no invasivo puede ser empleado en individuos entre 0,2 a 3 000 mg de peso vivo, para determinar parámetros biométricos como la longitud, el volumen, la superficie o el peso vivo, que son factores clave para interpretar las respuestas fisiológicas subyacentes a los patrones de crecimiento.

Referencias bibliográficas

  • Abdo DA, Seager JW, Harvey ES, McDonald JI, Kendrick GA, Shortis MR. 2006. Efficiently measuring complex sessile epibenthic organisms using a novel photogrammetric technique. J Exp Mar Biol Ecol. 339(1):120-133.
  • Bernardini V, Solimini AG , Carchini G. 2000. Application of an image analysis system to the determination of biomass (ash free dry weight) of pond macroinvertebrates. Hydrobiologia 439(1):179-182.
  • Dalby PR, Baker GH, Smith SE. 1996. “Filter paper method” to remove soil from earthworm intestines and to standardise the water content of earthworm tissue. Soil Biol Biochem. 28(4):685-668.
  • Domínguez J, Briones MJI, Mato S. 1997. Effect of the diet on growth and reproduction of Eisenia andrei (Oligochaeta, Lumbricidae). Pedobiologia 4(6):566-576.
  • Dominguez J, Edwards CA. 2011. Biology and Ecology of earthworm species used for vermicomposting. In: Edwards CA, Arancon NQ, Sherman RL, editors. Vermiculture Technology: Earthworms, organic wastes and environmental management. London: CRC Press, Taylor & Francis Group. p. 27-40.
  • Domínguez J, Edwards CA, Webster M. 2000. Vermicomposting of sewage sludge: Effect of bulking materials on the growth and reproduction of the earthworm Eisenia andrei. Pedobiologia 44(1):24-32.
  • Eisenhauer N, Schuy M, Butenschoen O, Scheu S. 2009. Direct and indirect effects of endogeic earthworms on plant seeds. Pedobiologia 52(3):151-162.
  • Florkin M. 2012. Chemical Zoology V4: Annelida, Echiuria, And Sipuncula. New York: Academic Press Inc.
  • Fründ HC, Butt K, Capowiez Y, Eisenhauer N, Emmerling C, Ernst G, Potthoff M, Schädle M, Schrader S. 2010. Using earthworms as model organisms in the laboratory: recommendations for experimental implementations. Pedobiologia 53(2):119-125.
  • Gunadi B, Blount C, Edwards CA. 2002. The growth and fecundity of Eisenia fetida (Savigny) in cattle solids pre-composted for different periods. Pedobiologia 46(1):15-23.
  • Koopmans M, Wijffels RH. 2008. Seasonal growth of the sponge Haliclona oculata (Demospongiae, Haplosclerida). Mar Biotechnol. 10(5):502-510.
  • Kretzschmar A, Bruchou C. 1991. Weight response to the soil water potential of the earthworm Aporrectodea longa. Bio Fert Soils. 12(3):209-212.
  • Kurtz JA, Kier WM. 2014. Scaling of the hydrostatic skeleton in the earthworm Lumbricus terrestris. J Exp Biol. 217(11):1860-1867.
  • Laverack MS. 1963. International series of monographs on pure and applied biology, zoology V15: The physiology of earthworms. New York: Pergamon Press Ltd.
  • Littler MM, Little DS. 1985. Non-destructive sampling. In: Littler MM, Littler DS, editors. Handbook of Phycological Methods: Ecological field Methods: Macroalgae. Cambridge: Cambridge University Press. p. 161-175.
  • Lowe CN, Butt KR. 2005. Culture techniques fort soil dwelling earthworms: A review. Pedobiologia 49(5):401-413.
  • Martin N. 1986. Earthworm biomass: influence of gut content and formaldehyde preservation on live-to-dry weight ratios of three common species of pasture Lumbricidae. Soil Biol Biochem. 18(3):245-250.
  • O'Brien BR. 1957a. Evidence in support of an axial metabolic gradient in the earthworm. Aust J Exp Biol Med. 35(1):83-9.
  • O'Brien BR. 1957b. Tissue metabolism during posterior regeneration in the earthworm. Aust J Exp Biol Med. 35(4):373-380.
  • Page MJ, Northcote PT, Webb VL, Mackey S, Handley SJ. 2005. Aquaculture trials for the production of biologically active metabolites in the New Zealand sponge Mycale hentscheli. Aquaculture 250(1):256-269.
  • Perea J, García A, Acero R, Valerio D, Gómez G. 2008. A photogrammetric methodology for size measurements: application to the study of weight–shell diameter relationship in juvenile Cantareus aspersus snails. J Mollus Stud. 74(3):209-2013.
  • Ponder W, Hutchings P, Chapman R. 2002. Overview of the conservation of Australian marine invertebrates. A report for environment Australia. Australian Museum 6 College Street, Sydney, NSW 2010 Australia. 588 p.
  • Stovold RJ, Whalley WR, Harris PJ. 2003. Dehydration does not affect the radial pressures produced by the earthworm Aporrectodea caliginosa. Biol Fert Soils. 37(1):23-28.
  • Vanaverbeke J, Steyaert M, Vanreusel A, Vincx M. 2003. Nematode biomass spectra as descriptors of functional changes due to human and natural impact. Mar Ecol Prog Ser. 249:157-170.